大鼠、小鼠、兔子生命體征監(jiān)護儀是以無創(chuàng)的方式測量實驗動物(幼鼠，小鼠，大鼠，豚鼠，兔， 等)的血氧飽和度，脈搏頻率，呼吸頻率，脈搏幅度，呼吸幅度，體溫等多種參數(shù)。

所有測量都是通過一個無創(chuàng)的感應器完成，準確、方便、高效。

型號：MouseOx     正在對麻醉狀態(tài)下的小鼠進行測試

有多種探頭可供選擇：

根據(jù)實驗需求：可選擇大鼠型探頭、小鼠型探頭；

根據(jù)動物狀態(tài)：可選擇清醒活動狀態(tài)連續(xù)測量和麻醉（或手術(shù)）狀態(tài)測量探頭；

根據(jù)動物數(shù)量：有多通道適配器可供選擇，同時檢測多只動物的生命體征；

根據(jù)使用環(huán)境：可選擇核磁環(huán)境適用的無磁探頭；

主要功能：

· 小動物手術(shù)術(shù)中監(jiān)測(保證適當?shù)穆樽砩疃?，防止手術(shù)中缺氧)

· 一個無創(chuàng)傳感器獲得多個生命信號 (動脈血氧飽和度，心率，呼吸頻率，脈搏幅度，呼吸幅度)

· 心肺功能參數(shù)記錄

· 輸出模擬數(shù)據(jù)

經(jīng)過驗證的準確度:

使用有創(chuàng)血氣采樣測量結(jié)果與無創(chuàng) MouseOx 測量結(jié)果的比較， 對比表明， 兩者具有很好的線性關(guān)系。

脈搏、血氧、呼吸等心肺監(jiān)測參數(shù):

· 脈波頻率在90到900BPM范圍內(nèi)監(jiān)測 (每分鐘心跳, Beat per minutes, BPM)

· 血氧飽和度監(jiān)測范圍：0% 到100% 動脈血氧飽和度；

· 血氧飽和度監(jiān)測誤差：<1.5% 橫跨整個監(jiān)測范圍；

· 血氧飽和度監(jiān)測反應時間：實時報告動脈血氧飽和度, 在每次心跳以后0.72秒屏幕刷新；

· 呼吸頻率監(jiān)測范圍：每分鐘 25到450 次；

· 監(jiān)測反應時間：呼吸率每1.7秒向用戶報告, 移動報告的值是10次呼吸的的平均數(shù)；

· 無創(chuàng)傷監(jiān)測脈搏充盈度以估量血流量的變化；

· 脈搏監(jiān)測范圍：內(nèi)徑0到800微米的徽小血管；

· 監(jiān)測誤差：< 2.4%橫跨整個監(jiān)測范圍；

· 監(jiān)測反應時間：脈搏充盈度實時向用戶報告, 在每次心跳以后,0.72秒屏幕刷新，刷新屏幕顯示被測量的所有脈搏充盈度；

· 無創(chuàng)傷監(jiān)測動物呼吸幅度的變化；

· 呼吸幅度監(jiān)測范圍：每分鐘25到450次；

· 呼吸幅度監(jiān)測反應時間：呼吸率每1.7秒向用戶報告, 移動報告的值是10次呼吸的的平均數(shù)；

血氧呼吸數(shù)據(jù)采集器：

8通道數(shù)據(jù)采集器

可對1-8只老鼠進行脈搏、血氧、呼吸的數(shù)據(jù)測量

模擬信號輸出模塊：

搭配模擬信號輸出模塊實時輸出模擬心博

多鐘測試探頭可選：

根據(jù)需要，可選擇老鼠清醒狀態(tài)下使用的頸部探頭，麻醉狀態(tài)下使用的足部探頭和大腿探頭

小鼠腿部血氧探頭

小鼠頸部血氧探頭

大鼠足部血氧探頭

新生鼠血氧探頭

清醒活動狀態(tài)的血氧監(jiān)測和記錄模塊

磁共振適用模塊及探頭

設備正在對清醒活動狀態(tài)的大鼠進行長時間、持續(xù)的數(shù)據(jù)采集

測量軟件：

實時顯示監(jiān)測數(shù)據(jù)，具有診斷模式，具備報價功能，數(shù)據(jù)可儲存為Text貨Windaq格式

玉研儀器是美國STARR公司的授權(quán)中國代理，美國Starr公司的Mouseox是應用于小鼠和大鼠的多參數(shù)監(jiān)護儀，可以測量脈搏血氧，呼吸，心率，脈搏幅度，呼吸幅度，體溫等參數(shù)。詳情請來電咨詢!

參考文獻：

1.Suzuki R, Yamasoba D, Kimura I, et al. Attenuated fusogenicity and pathogenicity of SARS-CoV-2 Omicron variant[J]. Nature, 2022, 603(7902): 700-705.
2.Wang G, Wen B, Deng Z, et al. Endothelial progenitor cells stimulate neonatal lung angiogenesis through FOXF1-mediated activation of BMP9/ACVRL1 signaling[J]. Nature communications, 2022, 13(1): 1-16.
3.Aiba I, Noebels J L. Kcnq2/Kv7. 2 controls the threshold and bi-hemispheric symmetry of cortical spreading depolarization[J]. Brain, 2021, 144(9): 2863-2878.
4.Bachus H, Kaur K, Papillion A M, et al. Impaired tumor-necrosis-factor-α-driven dendritic cell activation limits lipopolysaccharide-induced protection from allergic inflammation in infants[J]. Immunity, 2019, 50(1): 225-240. e4.
5.Han W, Tellez L A, Perkins M H, et al. A neural circuit for gut-induced reward[J]. Cell, 2018, 175(3): 665-678. e23.
6.Lai A Y, Dorr A, Thomason L A M, et al. Venular degeneration leads to vascular dysfunction in a transgenic model of Alzheimer’s disease[J]. Brain, 2015, 138(4): 1046-1058.
7.Thomas G M, Carbo C, Curtis B R, et al. Extracellular DNA traps are associated with the pathogenesis of TRALI in humans and mice[J]. Blood, The Journal of the American Society of Hematology, 2012, 119(26): 6335-6343.
8.Dorr A, Sahota B, Chinta L V, et al. Amyloid-β-dependent compromise of microvascular structure and function in a model of Alzheimer’s disease[J]. Brain, 2012, 135(10): 3039-3050.
9.Abt M C, Osborne L C, Monticelli L A, et al. Commensal bacteria calibrate the activation threshold of innate antiviral immunity[J]. Immunity, 2012, 37(1): 158-170.
Fung Y L, Kim M, Tabuchi A, et al. Recipient T lymphocytes modulate the severity of antibody-mediated transfusion-related acute lung injury[J]. Blood, The Journal of the American Society of Hematology, 2010, 116(16): 3073-3079.